A água é considerada um dos nutrientes mais importantes para os animais (Viola et al., 2009), representando 58 a 65% (Riek et al., 2008) ou 85% (Leeson & Summers, 2001) do peso corporal das aves adultas e dos pintos, respectivamente. Provavelmente, a restrição hídrica seja um dos fatores que mais contribui para a queda de desempenho na produção avícola. Viola et al. (2009), trabalhando com frangos, observaram que níveis crescentes de restrição de água (0, 10, 20, 30 e 40%) promoveram uma diminuição linear no desempenho, no peso dos órgãos e na altura das vilosidades duodenais, tornando os animais mais agressivos e irritadiços. Também, em poedeiras foram observados impactos significativos sobre o bem estar e alterações comportamentais da aves, quando foi restringido o acesso à água de bebida (Rault et al., 2016). Assim sendo, o objetivo deste texto é mostrar a importância da água na avicultura, do ponto de vista nutricional (sendo considerados por muitos técnicos o “nutriente esquecido”) e como avaliá-la, em termos qualitativos.

Fatores que influenciam as exigências de água nas aves

De uma maneira geral, o consumo de água define o consumo de alimento a ser ingerido pelas aves, quando se encontram em condição de termoneutralidade. Tipicamente, os galináceos consomem um volume de água 1,6 a 2,0 vezes maior do que o volume de alimento (Sarvory, 2010). Entretanto, esta proporção não é fixa e alguns fatores podem alterá-la. É possível observar que o consumo de água aumenta de acordo com a idade das aves, enquanto que a quantidade de água ingerida por kg de peso corporal tende a diminuir (May et al., 2000; Fairchild & Ritz, 2009). Aves adultas têm um percentual corporal de água menor do que aves jovens (Larbier & Leclercq, 1994). Em poedeiras, o consumo de água aumenta gradualmente até a 16ª semana de idade e um aumento significativo acompanha até a maturidade sexual. Entretanto, após o pico de produção de ovos, não há uma relação clara entre o consumo de água e a idade (Bailey, 1999). Ainda, alguns autores observaram uma tendência ao aumento no consumo de água com a evolução genética das linhagens. Williams et al (2013) observaram um aumento no consumo de água quando compararam animais produzidos em 1991 com aqueles criados entre 2000-2001 e 2010-2011. Apesar de menos nítido, também houve em periodos acumulados (7 a 42 dias) um aumento na relação entre o consumo de água e o consumo de alimento, com o passar do tempo.

Um dos fatores predisponentes ao aumento no consumo de água pelas aves é o aumento no nível de proteína bruta da dieta. O excesso de proteína (nitrogênio) deverá ser catabolizado e excretado através dos rins, na forma de ácido úrico (Francesch & Brufau, 2004). Entretanto, esta observação se confunde quando a dieta é formulada à base de farelo de soja. Neste caso, o aumento no consumo de água também pode ser causado pelo aumento na concentração de potássio (Bellaver et al., 2005). Também, os minerais da dieta exercem grande influência sobre o consumo de água, sobretudo o sódio e o potássio (Smith et al., 2000). Ainda, o aumento no equilíbrio ácido-base da dieta, também conhecido por DEB (dietary eletrolitic balance) ou número de Mongin e calculado através da equação mEqNa+ + mEqK+ – mEqCl-, está associado a um aumento no consumo de água (Borges et al., 2003).

A inclusão de cereais ricos em polissacarídeos não amiláceos (PNA) pode proporcionar um aumento no consumo de água das aves (Francesch & Brufau, 2004). Lee et al. (2004) observaram um aumento na relação consumo de água:consumo de alimento em frangos alimentados com dieta contendo centeio. Também verificaram que e a adição de enzimas em dietas ricas em PNA pode diminuir a ingestão de água. Jiménez-Moreno et al (2016) identificaram, em frangos até 20 dias de idade, que a inclusão de 2,5 ou 5,0% de ingredientes com alto teor de fibras insolúveis (cascas de arroz, aveia e semente de girassol) levou a um aumento significativo no consumo de água e uma tendência a um aumento na umidade da excreta.

A temperatura ambiente é uma das variáveis que apresenta maior influência sobre o consumo de água. Acima da zona de conforto térmico, o consumo de água aumenta com o aumento da temperatura do ambiente. As aves ofegam, procurando equilibrar a temperatura corporal, o que faz com que haja perda corporal de água. Diversos mecanismos fisiológicos foram propostos para compensar esta situação. Entre eles podem ser citados o ressecamento dos receptores térmicos localizados na orofaringe e/ou a desidratação sistêmica e/ou a alteração na temperatura cerebral (Leeson & Summers, 2001). Ainda, as aves em situação de estresse térmico tendem a aumentar a produção de urina (Belay et al., 1992; Belay & Teeter, 1993), em virtude da maior produção de urina hipo-osmótica (Leeson & Summers, 2001). Singleton (2004) observou que após 20ºC, para cada 1ºC que a temperatura ambiental aumentou, o consumo de água aumentou em 6%, enquanto que o consumo de alimento diminuiu em 1,2%. Entretanto, outros fatores que influenciam a capacidade das aves de dispersar calor podem ocasionar alteração no consumo de água, mesmo em condições de termoneutralidade. Entre eles podem ser citadas a densidade de alojamento (Sarvory, 2010) e a velocidade de ar no galpão (May et al., 2000).

Em poedeiras, a produção de ovos influencia o consumo de água. De acordo com Larbier e Leclercq (1994), durante o pico de postura, uma galinha chega a perder 40 g de água através do ovo, o que representa aproximadamente 20% do seu consumo diário. Segundo estimativas de Ward e McKague (2007), uma poedeira deve consumir 4L de água, para cada dúzia de ovos produzida. Leeson e Summers (2001) estimaram o consumo de água das poedeiras de acordo com a idade e a produtividade. Aves alojadas em ambiente com 20°C, antes do início da idade reprodutiva (12 semanas), tiveram consumo de água de 115 ml/dia. Durante o período produtivo, os consumos de água foram de 120, 150 e 180 ml/dia, para aves sem produção e com produção de 50% e de 80%, respectivamente.

Em frangos, o consumo de água tende a ser constante ao longo do dia e, em poedeiras, o estágio de formação do ovo exerce grande influência sobre este parâmetro, causando alterações no padrão de consumo diário de água. Wood-Gush e Home (1970) observaram que o consumo de água foi maior nos dias em que as poedeiras apresentaram somente ovulação (isto é, sem ovoposição concomitante). O consumo foi intermediário, nos dias em que as aves apresentaram ovoposição e ovulação. O consumo foi menor nos dias em que as aves apresentaram somente ovoposição. Se as observações de consumo de água estão associadas aos estágios de ovoposição e ovulação, o consumo de água é praticamente nulo entre 1 e 2 horas antes da ovoposição, aumentando nas duas primeiras horas após a ovoposição, quando atinge valor máximo (50 ml/h). Após esse pico de consumo, novo aumento é observado (37 ml/h) entre 6 a 8 horas após a ovulação, quando o ovo encontra-se na glândula da casca (útero) e grande quantidade de água é adicionada à albumina (Mongin e Sauveur, 1974; Nys et al, 1976). Algumas teorias foram elaboradas para explicar esse padrão de consumo de água durante a ovoposição, envolvendo alterações no padrão da atividade física e comportamental das aves (Wood-Gush e Home, 1970) e nos mecanismos fisiológicos, como as liberações de arginina-vasitocina (Mongin e Sauveur, 1974) e angiotensina II (Larbier and Leclercq (1994).

Ainda, outros fatores podem afetar o consumo de água, como o genótipo (Larbier & Leclercq, 1994), o sexo (Ziaei et al., 2004), o consumo de ionóforos (Fransesch & Brufau, 2004), o conteúdo de fibras da dieta (Hocking, 2006), a qualidade da água disponivel, as características dos bebedouros como tipo, altura, pressão do sistema e regulagem (Soares et al., 2012 b) e a peletização da dieta (Jiménez-Moreno et al, 2016), entre outros.

Assim, o consumo diário de água pode apresentar variações entre diferentes plantéis. A única recomendação geral é que a água, ao contrário dos demais nutrientes das dietas, deve ser oferecida à vontade, em quase todos os períodos da produção (Penz e Bruno, 2012). É de extrema importância que as empresas definam o consumo esperado de seus plantéis, nas suas condições de produção e que monitorem, constantemente, este parâmetro (Jones & Watkins, 2009; Watkins & Tabler, 2009). Alterações bruscas no consumo de água requerem avaliação das causas pois elas podem prejudicar o desempenho das aves (caso o consumo esteja abaixo do esperado) ou aumentar a umidade da cama, aumentando a incidência de pododermatite e de doenças respiratórias (caso o consumo ou o desperdício de água esteja acima do esperado) podendo, assim, comprometer o bem estar das aves no plantel (Manning et al., 2007).

Parâmetros de avaliação da qualidade da água

O fornecimento de água de boa qualidade para as aves é essencial para manter a produtividade esperada do plantel. Os tópicos abaixo abordam algumas caracteristicas que devem ser levadas em consideração, para avaliar a qualidade da água de bebida.

Qualidade microbiológica

É recomendada a avaliação da qualidade microbiológica da água pelo menos duas vezes ao ano, com colheita em pelo menos três pontos (no local de captação, no reservatório principal e nos galpões) (Gama et al., 2008; Soares et al., 2012a). Se o número de microorganismos encontrados estiver acima do esperado, isso indica contaminação da água. Geralmente isto ocorre pela presença de animais próximo ao local de captação de água, pela forma indevida de coleta de dejetos animais, pela orientação do poço de coleta de água ou pela proteção inadequada da drenagem de água da superfície (Carter & Sneed, 1996).

Uma revisão abrangente dos microorganismos patogênicos que podem ser potencialmente transmitidos via água de bebida pode ser encontrada em Amaral (2004). O Conselho Nacional de Meio Ambiente (CONAMA – BR), órgão vinculado ao Ministério do Meio Ambiente, determinou a qualidade que as águas superficiais devem ter, para serem fornecidas aos animais. De acordo com esta Resolução, estas águas devem atender os padrões estipulados para a Classe 3, que define que águas para uso de animais domésticos não devem conter mais do que 1000 coliformes termotolerantes por 100 mililitros em 80% das análises, coletadas durante o período de um ano, com freqüência bimestral (Brasil, 2005).

Características físico-químicas

Também é recomendada a avaliação físico-química da água duas vezes ao ano. As seguintes análises são sugeridas:

– Sólidos dissolvidos totais (SDT): Também conhecido como salinidade. É a medida da concentração de matéria inorgânica da água (sais de Ca, Mg e Na, na forma de bicarbonatos, cloretos, sulfatos). É um dos principais indicadores da qualidade mineral da água. Níveis acima de 3.000 mg/L (ppm) podem estar associados ao aumento na incidência de cama úmida e a queda de desempenho das aves. Para evitar qualquer comprometimento na produção das aves, a recomendação é de que a água não deve ter mais que 1000 mg/L (National Research Council, 1994).

– Dureza: Representa a presença de sais de Ca e Mg e é apresentada em quantidades equivalentes de CaCO3. Em altas quantidades, pode afetar a eficácia de substâncias terapêuticas administradas via água de bebida (por exemplo, tetraciclinas). Pode promover depósitos (especialmente de carbonatos de Ca, Fe, Mg e Mn) que causam obstrução em encanamentos, bebedouros, nebulizadores e a diminuição da eficácia de sabões, detergentes e outros produtos utilizados na limpeza das instalações. Seus valores podem ser correlacionados com SDT e condutividade.

– pH: Se estiver muito baixo (abaixo de 6), podem ser observadas corrosão de equipamentos de distribuição de água, queda no desempenho de frangos, diminuição na efetividade de substâncias terapêuticas e vacinas administradas via água de bebida. Por outro lado, se o pH estiver muito alto (acima de 8) pode estar associado a precipitação de algumas moléculas de substâncias terapêuticas e a inativação ou a diminuição da eficácia do cloro.

– Nitratos e nitritos: Se os valores de nitratos estiverem muito altos, pode sugerir a contaminação da água com bactérias e/ou com fertilizantes. Se a água vem de um poço, deve ser observado se está devidamente isolado, especialmente de animais e solo fertilizado. Infiltrações oriundas de fossas sépticas também podem estar associadas ao aumento nestes parâmetros. Nitritos são mais deletérios que nitratos e podem ser originados da transformação química dos nitratos.

– Sulfatos: Altos níveis apresentam efeito laxativo em aves.

– Ferro: A presença de alta quantidade deste mineral na água está associada às alterações em suas características organolépticas (coloração vermelha, ferrugem ou escura e alterações no odor) e pode levar ao entupimento nas tubulações e nos bebedouros tipo “nipple”. Outra consequência relacionada à alta concentração de ferro na água de bebida é o possível desenvolvimento de coliformes (Grandjean et al., 2006), que necessitam deste nutriente para muitas de suas atividades metabólicas, podendo comprometer a sanidade dos plantéis.

– Outras análises físico-químicas também são recomendadas, como sódio, cloreto e magnésio. Para obter mais informações sobre os limites aceitáveis e as implicações da presença destas substâncias na água de bebida, é recomendada a consulta de alguns trabalhos encontrados on-line (Brasil, 2005; German et al., 2008; Olkowski, 2009).

Na tabela abaixo, seguem algumas recomendações para os parâmetros acima mencionados, compilados por Soares et al (2012, (a)).

Tabela 1. Valores mínimos e máximos (pH) e máximos (demais parâmetros) sugeridos para água nas criações comerciais avícolas.

Parâmetro Unidade Vohra, 1980 Leeson e Summers, 1997; 2001 Brasil, 2005*
SDT mg/L 3000 1500 500
Dureza mg/L 180 180
pH 6,0 a 9,0 6,8 a 7,5 6,0 a 9,0
Nitrato mg/L 300 25 10
Nitrito mg/L 1
Sulfatos mg/L 500 250 250
Ferro mg/L 10 5

* Para Class 3

Como manter a qualidade da água de bebida

Desinfecção da água de bebida e cloração

Biofilmes são compostos formados por diferentes microorganismos, estruturados em uma matriz sólida, à partir do acumulo de minerais, sujidades, ferrugem e algas, aderidos às superfícies dos canos e dos nipples. Além de ter microorganismos potencialmente patogênicos e protegê-los da ação de substâncias utilizadas em seu controle, os biofilmes podem restringir o fluxo de água nos encanamentos, filtros e nipples, levando à diminuição no consumo de água e, consequentemente, a queda de desemepnho (Costerton e Wilson, 2004; Maharjan et al., 2017).

Os principais produtos utilizados para mitigar a presença de bioflimes e a desinfecção de água são à base de cloro (hipoclorito de sódio e dióxido de cloro), de peróxido de hidrogênio, de amônia e de acidificantes orgânicos. Também existem pastilhas à base de hipoclorito de cálcio e tricloro isocianurato de sódio. Vários são os produtos disponíveis no mercado, algumas vezes associando várias substâncias. É importante que as recomendações sobre a dosagem e o modo de ação acompanhem as especificações de cada um. A acidificação da água de bebida é uma maneira de potencializar a ação do cloro. Além disso, a acidficação por si só atua na melhoria da qualidade da água; Hamid et al. (2018) avaliaram um blend de a base de ácidos propiônico e fórmico, e de propionato e formato de amônio, observando melhora nos parâmetros de desempenho zootécnicos, queda no pH do papo, proventrículo e íleo, redução na contagem de bactérias aeróbicas totais no ceco e aumento na altura de vilos do jejuno. Jacobs et al (2020) avaliaram diferentes métodos de sanitização de água (cloro parcialmente e totalmente ativado e iodo) em frangos de corte, observando efeitos positivos dos tratamentos da água sobre o peso corporal, ganho de peso, lesões de patas e resposta ao estresse crônico. Maharjan et al. (2017) avaliaram a influência de diferentes agentes químicos na redução do crescimento bacteriano e no desenvolvimento de biofilme em material à base de polivinil cloreto (PVC), comumente utilizado na confecção de encanamentos dos galpões avícolas. Os autores concluiram que o cloro foi mais efetivo que o peróxido de hidrogênio. Como a utilização de cloro na água tem sido sistematicante recomendada, algumas considerações devem ser feitas com relação a esta prática.

O derivado clorado, ao ser adicionado à água, irá se dissociar em ácido hipocloroso (HClO) e íons hipoclorito (OCl). O cloro residual livre é a soma da quantidade de HClO e OCl na água. Entretanto, o poder germicida do OCl é bem menor do que o do HClO. O cloro também pode combinar-se com compostos nitrogenados presentes na água, formando cloraminas ou cloro residual combinado (NH2Cl, NHCl2 e NCl3), praticamente sem ação germicida (Macedo, 2006). O cloro residual total é a soma dos cloros residuais livre e combinado. Esta definição possui importância em termos práticos, pois dependendo do método utilizado para medir a concentração de cloro na água de bebida (fitas, que medem o cloro residual livre e kit de ortolidina, que mede o cloro residual total), a interpretação dos resultados será diferente. A avaliação da cloração na água deve ser feita nos pontos mais afastados do local onde o cloro foi adicionado à água (a água para análise deverá ser coletada diretamente no nipple ou na mangueira que dá acesso ao bebedouro, no caso dos bebedouros tipo pendular). Durante a limpeza das linhas de bebebdouros, após a saída do lote de aves, é recomendado utilizar uma “cloração de choque”, com 200 ppm de cloro, ácido cítrico, peróxido de hidrogênio, ácido acético, compostos de iodo ou produtos comerciais específicos (Gama et al., 2008; Soares et al., 2012a). Entretanto, cuidados devem ser tomados para evitar excesso de cloração. A recomendação geral é que a água de bebida das aves tenha de 1 a 3 ppm de cloro, valor sustentado por Jaenisch (1999). Já, Schneider et al. (2016) observaram que níveis de cloro acima de 5 ppm causaram uma redução de consumo de água em poedeiras.

Além da concentração de cloro na água, uma outra medida da eficácia da cloração é o potencial de óxido redução (ORP) que a água apresenta, após a administração de cloro. A ação do cloro sobre os microorganismos se dá basicamente pelo seu potencial de oxidar as membranas das células destes microorganismos, ou seja, atrair os elétrons destas membranas, culminando na sua morte. Esta movimentação de elétrons gera um potencial de óxido-redução na água, que pode ser medido a partir de um medidor de ORP. Assim, ao medir o valor de ORP da água clorada, obtém-se uma medida precisa da efetividade com que o cloro está exercendo sua atividade em eliminar os microorganismos, em detrimento somente da concentração de cloro na água, que pode ser influenciado por diversos fatores, tais como o pH (quanto mais alto o pH, maior formação de OCl, com baixo poder microbiocida, em detrimento do HClO), a alta concentração de sólidos dissolvidos totais e a presença de matéria orgânica na água (Suslow, 2004). Diversos estudos evidenciaram que um valor de ORP entre 650 e 700 mV é suficiente para eliminar, em 30 segundos, a maioria das bactérias patogênicas, como Salmonellas sp e a Escherichia coli O157:H7 (Suslow, 2004).

Recentemente, novas tecnologias para desinfecção da água de bebida vêm sendo testadas. Bügener et al (2014) avaliaram, em frangos de corte criados em granjas comerciais, a inclusão de 3% de água eletrolizada oxidante (electrolyzed oxidizing water, ou EO) na água de bebida, gerada a partir da eletrolização de solução saturada de cloreto de sódio. Como resultado, observaram aumento significativo no ORP da água, diminuição da contagem de células totais viaveis e de Escherichia coli na água tratada com EO em relação ao grupo controle, com diminuição na taxa de mortalidade e na frequência de tratamentos antimicrobianos nas aves do grupo tratado.

Limpeza de caixas d’água, reservatórios centrais e linhas de bebebdouros

Recomenda-se realizar a limpeza e a desinfecção do encanamento que leva a água para o galpão e o reservatório central (caixa d’água) a cada 6 meses e a limpeza das linhas de bebedouros a cada saída de lote. Procedimentos detalhados de como realizar a limpeza das linhas de bebedouros são encontrados em World Health Organization (1994), Watkins (2006) e Watkins (2008), enquanto que a limpeza dos reservatórios centrais está detalhadamente descrito por Macedo (2006).

Recomendações gerais relacionadas aos locais de captação de água

De uma maneira geral, o procedimento convencional para obtenção de água potável inclui o gradeamento, a retirada de sabor e de odor, a clarificação e a filtração (Macedo, 2004). Quando a captação da água vem de fontes, é recomendado que as instalações sanitárias estejam localizadas no sentido oposto ao da correnteza (rio abaixo) e devem estar no mínimo a 30 metros de distância. Próximo da fonte, não deve haver água de chuva, fossas sépticas, latrinas ou dejetos. Deve ser evitado jogar resíduos sólidos na área próxima à fonte. É recomendado construir trincheiras para desviar a água da chuva da fonte e cercar o local, evitando acesso de animais, a uma distância mínima de 8 metros. Deve ser construído um duto para coletar a água da fonte (Amaral, 2004).

Quando a água for captada de poços, é recomendado que estejam localizados acima de potenciais focos de contaminação, no mínimo a 15 metros de fossas sépticas ou a 30 metros de instalações de suínos ou bovinos. A abertura dos poços deve estar acima do nível do solo (40 cm), cimentado ao redor, e com trincheiras para desviar a água da chuva. Deve ser impermeabilizado, no mínimo a 3 metros da superfície, para evitar que a água penetre da superfície pelas laterais (a parede interna também pode ser impermeabilizada, através da colocação de uma tubulação de concreto). Deve ser coberto, evitando a entrada de animais ou sujidades. Deve ter um meio adequado para retirar a água. Caso seja construído próximo de rios ou lagos, não deverá ser construído em locais sujeitos a inundações (Amaral, 2004).

Temperatura da água

A temperatura da água apresenta grande influência sobre o consumo, de modo que aves, especialmente frangos de corte, criados em ambiente com alta temperatura, apresentam acentuada queda no consumo quando a temperatura da água se apresenta muito elevada. Assim, as caixas de água devem ser construídas em locais protegidos e sombreados, evitando que a temperatura da água ultrapasse 21°C. Os canos que levam a água até o aviário/galpão devem ser enterrados a uma profundidade mínima de 50 cm, para evitar aquecimento da água.

Bibliografia

Amaral LA do. 2004. Drinking Water as a Risk Factor to Poultry Health. Braz J Poult Sci, 6, 4:191-199.

Bailey M. The water requirements of poultry. In_Wiseman, J.; Garnsworthy, P.C. Recent developments in poultry nutrition 2. Nottingham:Nottingham University Press, 1999. p.321-337.

Belay T & Teeter RG. 1993. Broiler water balance and thermobalance during thermoneutral and high ambient temperature exposure. Poult Sci, 72:116–124.

Belay T, Wiernusz CJ & Teeter RG. 1992. Mineral balance and urinary and fecal mineral excretion profile of broilers housed in thermoneutral and heat-distressed environments. Poult Sci, 71:1043–1047.

Bellaver C, Costa CAF, Fraha VSAM, Lima GJMM, Hackenhar L & Baldi P. 2005. Substituição de farinhas de origem animal por ingredientes de origem vegetal em dietas para frangos de corte. Ciência Rural, 35, 3:671-677.

Borges SA, Fischer da Silva AV, Ariki J, Hooge DM & Cummings KR. 2003. Dietary electrolyte balance for broilers chickens under moderately high ambient temperatures and relatively humidities. Poult Sci, 82:301-308.

Brasil. 2005. Conselho Nacional do Meio Ambiente – Conama. RESOLUÇÃO CONAMA nº 357, de 17 de março de 2005. Publicada no DOU no 53, de 18 de março de 2005, Seção 1, páginas 58-63.

Bügener E, Wilms-Schulze Kump A, Casteel M & Klein G. Benefits of neutral electrolyzed oxidizing water as a drinking water additive for broiler chickens. 2014 Poult Sci. 93 :2320–2326

Carter TA & Sneed RE. 1996. Drinking Water Quality for Poultry. North Carolina Cooperative Extension Service. Publication Number: PS&T #42.

Costerton WJ, Wilson M. Introducing Biofilms. Biofilms, 1:1-4, 2004

Fairchild BD & Ritz CW. 2009. Poultry drinking water primer. The University of Georgia. Bulletin 1301.

Francesch M & Brufau J. 2004. Nutritional factors affecting excreta/litter moisture and quality. Worlds Poult Sci J., 60:64-75.

Gama NMSQ, Togashi CK, Ferreira NT, Buim MR, Guastalli EL & Fiagá DAM. 2008. Conhecendo a água utilizada para as aves de produção. Biológico, São Paulo, 70, 1:43-49.

German D, Thiex N & Wright C. 2008. Interpretation of Water Analysis for Livestock Suitability. South Dakota State University, publication C274.

Grandjean D, Jorand F, Guilloteau H, Block JC. 2006. Iron uptake is essential for Escherichia coli survival in drinking water. Lett Appl Microbiol 43:111–117.

Hamid H, Shi HQ, Ma GY, Fan Y, Li WX, Zhao LH, Zhang JY, Ji C, Ma QG. 2018. Poult Sci., 97:3601–3609.

Hocking PM. 2006. High-fibre pelleted rations decrease water intake but do not improve physiological indexes of welfare in food-restricted female broiler breeders. Br Poult Sci, 47, 1:19-23.

Jacobs L,  Persia ME, Siman-Tov N, McCoy J, Ahmad M, Lyman J & Good L. Impact of water sanitation on broiler chicken production and welfare parameters. 2020 J. Appl. Poult. Res. 29:258–268.

Jaenisch, FRF. 1999. Aspectos de biosseguridade para plantéis de matrizes de corte. Instrução técnica para o avicultor no. 11. Embrapa Suínos e Aves – Concórdia, SC.

Jiménez-Moreno E, de Coca-Sinova A, Gonzáles-Alvarado JM & Mateos GG. Inclusion of insoluble fiber sources in mash or pellet diets for young broilers.1. Effects on growth performance and water intake. 2016. Poult Sci. 95:41–52.

Jones FT & Watkins SE. 2009. How does taste influence water consumption in broilers? Avian Advice. 11, 1: 8-11. Downloaded from:

http://www.avianadvice.uark.edu/AA%20PDFs/avianadvice_spr09.pdf

Larbier M & Leclercq B. 1994. Nutrition and feeding of poultry. Nottinghan: Nottingham University Press, 305 p.

Lee KW, Everts H, Kappert HJ, van der Kuilen J, Lemmens AG, Frehner M & Beynen AC. 2004. Growth performance, intestinal viscosity, fat digestibility and plasma cholesterol in broiler chickens fed a rye-containing diet without or with essential oil components. Interl J Poult Sci, 3, 9:613-618.

Leeson S & Summers JD. 1997. Commercial Poultry Production. Guelph: University Books, 1997, 283 p.

Leeson S & Summers JD. 2001. Scott’s nutrition of the chicken. 4 ed. Ontario:University Books Inc. 620 p.

Macêdo JAB. 2004. Águas & águas. Belo Horizonte: CRQ-MG. 977p.

Macedo, JAB. 2006. Otimização do uso da água na avicultura. Conferência Apinco 2006. Anais. FACTA – Fundação Apinco de ciência e tecnologias avícolas.

Maharjan P, Huff G, Zhang W & Watkins S. Effects of chlorine and hydrogen peroxide sanitation in low bacterial content water on biofilm formation model of poultry brooding house waterlines. 2017. Poult Sci, 96:2145–2150.

Manning L, Chadd S.A & Baines R.N. 2007. Water consumption in broiler chicken: a welfare indicator. Worlds Poult Sci J., 63:63-71.

May, JD, Lott, BD & Simmons, JD. 2000. The effect of air velocity on broiler performance and feed and water consumption. Poult Sci., 79:1396–1400.

Mongin P & Sauveur B. Hourly water consumption and egg formation in the domestic fowl. British Poultry Science, v.15, n.4, p.361-368, 1974.

National Research Council. 1994. Nutrient Requirements of Domestic Animals. Nutrient Requirements of Poultry. 9 ed. Washington, DC: Natl. Acad. Sci., 153p.

Nys Y, Sauveur B, Lacassagne L & Mongin P. Food, calcium and water intakes by hens lit continuously from hatching. British Poultry Science, v.17, n.3, p.351-358, 1976.

Olkowski AA. 2009. Livestock Water Quality : A Field Guide for Cattle, Horses, Poultry and

Swine. Agriculture and Agri-Food, Canada.

Penz-Jr AM & Bruno, DG. 2012. Exigências nutricionais de água em frangos de corte, poedeiras e matrizes. In: Macari M, Soares NM. Água na avicultura industrial. 2. Ed. Campinas: Fundação APINCO de  Ciência e Tecnologia Avícolas, 2012. Cap 17, p. 290-303.

Rault JL, Cree S & Hemsworth P. The effects of water deprivation on the behavior of laying hens. 2016. Poult Sci. 95:473–481.

Riek A, Gerken M, Werner C & Gonde A. 2008. Deuterium for estimating total body water and turnover rates in turkeys exposed to different incubation treatments. Poult Sci., 87:2624–2628.

Sarvory J. 2010. The welfare of domestic fowls and other captive birds. Animal Welfare, parte 2,9:165-187.

Schneider AF, Almeida DS, Moraes AN, Picinin LCA, Oliveira V & Gewehr CE. Chlorinated drinking water for lightweight laying hens. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec., v.68, n.6, p.1690-1696, 2016.

Singleton R. 2004. Hot weather broiler and breeder management. Asian Poultry Magazine, p.26-29.

Smith A, Rose SP, Wells RG & Pirgozliev V. 2000. Effect of excess dietary sodium, potassium, calcium and phosphorus on excreta moisture of laying hens. Br Poult Sci, 41, 5:598-607.

Soares NM, Amoroso L & Amoroso P (a). Qualidade de água de Bebida para aves. In: Macari M, Soares NM. Água na avicultura indistrial. 2. Ed. Campinas: Fundação APINCO de  Ciência e Tecnologia Avícolas, 2012a. Cap 17, p. 290-303.

Soares NM, Togashi CK & Amoroso L (b). Ingestão de água pelas aves através do uso de diferentes tipos de bebedouros. In: Macari M, Soares NM. Água na avicultura indistrial. 2. Ed. Campinas: Fundação APINCO de  Ciência e Tecnologia Avícolas, 2012b. Cap 18, p. 310-319.

Suslow TV. 2004. Oxidation-reduction potential (ORP) for water disinfection monitoring, control and documentation. University of California. ANR Publication 8149.

Viola TH, Ribeiro AML, Penz-Jr AM & Viola ES. 2009. Influence of water restriction on the performance and organ development of young broilers. Revista Brasileira de Zootecnia, 38, 2:323-327.

Vohra, NP. Water Quality for poultry use. Feedstuffs, 7:24-25, 1980.

Ward D & Mckague K. Water requirements of livestock. ORDER NO. 07-023. 2007. Downloaded do site:

http://www.omafra.gov.on.ca/english/engineer/facts/07-023.htm.

Watkins S. 2006. Clean Water Lines For Flock Health. Avian Advice – Volume 8, Number 2.

Watkins S. 2008. Higiene nas linhas de água de beber. Circular Técnica Aviagen do Brasil.

Watkins S & Tabler GT. 2009. Broiler water consumption. Avian Advice, v.11, n.2,p.11-12, 2009. Downloaded do site:

http://www.avianadvice.uark.edu/AA%20PDFs/avianadvice_Vol11No2.pdf.

Williams CL, Tabler GT & Watkins SE. Comparison of broiler flock daily water consumption and water-to-feed ratios for flocks grown in 1991, 2000–2001, and 2010–2011. 2013 J. Appl. Poult. Res. 22 :934–941

Wood-Gush DGM & Horne AR. The effect of egg formation and laying on the food and water intake of brown leghorn hens. British Poultry Science, v.11, n.4, p.459-466, 1970.

World Health Organization. 1994. Guidelines on cleaning, disinfection and vector control in salmonella enteritidis infected poultry farms. Report of a workshop on “Preparation of a guidelines on cleaning, disinfection and vector control in salmonella enteritidis infected poultry farms”. WHO. Veterinary Public Health Unit. Bakum/Vechta, june 1993. WHO.

Ziaei N, Guy JH, Edwards S, Blanchard P, Ward J & Feuerstein D. 2004. Effect of gender on water, feed intake and dry matter consistency of broilers. 2004 Spring meeting of the WPSA UK branch posters. Br Poult Sci, 45, 2, S55-S56.

 

 

 

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